老化細胞検出－選択ガイドと老化マップ

様々な指標で老化細胞を解析

小社では、細胞老化の評価方法および評価目的に応じて選択できるよう4 種類のキットおよび試薬をご用意しました。

製品名	Cellular Senescence Detection Kit - SPiDER-βGal	Cellular Senescence Plate Assay Kit - SPiDER-βGal	DNA Damage Detection Kit – γH2AX	Nucleolus Bright Green / Red
検出	蛍光	蛍光	蛍光	蛍光
波長(Ex/Em)	500 - 540 nm / 530 - 570 nm	535 nm / 580 nm	Green: 494 nm / 518 nm Red: 550 nm / 566 nm Deep Red: 646 nm / 668 nm	Green: 513 nm / 538 nm Red: 537 nm / 605 nm
検出指標	SA-β-gal活性	SA-β-gal活性	DNAダメージの変化	核小体の変化
検出方法	イメージング SPiDER-βGalを基質とした検出	プレートアッセイ SPiDER-βGalを基質とした検出	イメージング γH2AXを2次抗体法で検出	イメージング RNA染色試薬による核小体検出
装置	蛍光顕微鏡フローサイトメーター	プレートリーダー	蛍光顕微鏡	蛍光顕微鏡
サンプル	生細胞・固定化細胞（組織：関連製品で論文実績あり）	生細胞（生細胞を溶解し評価）	固定化細胞	固定化細胞
データ例
こんな方にオススメ！	X-gal法では困難なデータの数値化や多重染色でお困りの方。	はじめて老化細胞を評価される方。お試し容量もご用意しています。	ROSが関与した老化現象を評価される方。免疫染色が未経験の方も気軽にお使い頂けます。	SA-β-gal以外の指標で評価されたい方。核小体を指標にした報告例を製品HPで案内しています。
製品コード	SG03	SG05	Green: G265 / Red:G266 Deep Red: G267	Green: N511 / Red: N512

細胞老化と関連指標の相関マップ

細胞の生存および死をコントロールするために備わったアポトーシスやネクロ―シス、オートファジー、細胞老化は、細胞内機能を理解するうえで非常に重要です。その中でも細胞老化は、近年ガン化因子として知られるSASP の発見や、Stem cell 分野での老化現象の発見など、各分野で重要視されてきています。

・関連する①～⑦の論文は次項を参照ください。

細胞老化による関連因子の変動

使用細胞	老化誘導	老化マーカー	老化による変動因子	引用論文
IMR90 (ヒト肺線維芽細胞)	継代老化	SA-βGal p16、p21　核小体肥大化	SETD8 発現 ↓、H4K20me1 ↓ ミトコンドリアでの酸化的リン酸化 ↑ リボソーム合成 ↑	①
IMR90 (ヒト肺線維芽細胞)	SETD8 (メチル化酵素) 発現抑制	SA-βGal p16、p21　核小体肥大化	ミトコンドリアでの酸化的リン酸化 ↑ リボソーム合成 ↑	①
老化マウス衛星細胞（骨格筋前駆細胞）	ー	SA-βGal p16	オートファジー活性 ↓ 活性酸素種 ↑ ミトコンドリア膜電位 ↓	②
Atg7ノックアウトマウス衛星細胞	オートファジー阻害	SA-βGal　 P15、p16、p21　 γ-H2AX	活性酸素種 ↑ ミトコンドリア膜電位 ↓	②
二型糖尿病モデルラット線維芽細胞	ー	SA-βGal　 p21、p53　 γ-H2AX	NADPH / NADP ↓ （酸化ストレス耐性 ↓） NADPH oxidase ↑ （活性酸素種 ↑）	③
IMR90	Ethidium Bromide(mtDNA阻害) + ピルビン酸欠失	SA-βGal	NAD⁺ / NADH ↓	④
MDA-MB-231 (ヒト乳がん細胞)	X線照射＋細胞周期関連因子(Securin) 発現抑制	SA-βGal	乳酸 ↑、LDH活性 ↑ （解糖系 ↑）	⑤
MEF (マウス胎児線維芽細胞)	がん遺伝子過剰発現継代老化転写因子過剰発現（E2F1)	SA-βGal p16、p21　核小体肥大化	リボソームRNA ↑ p53 ↑	⑥
マウス尾部線維芽細胞	2ヶ月齢、22ヶ月齢、 p16ノックアウト（22ヶ月齢）	SA-βGal p14、p16	NAD⁺ ↓ SIRT3 ↓	⑦

引用論文
①	H. Tanaka, S. Takebayashi, A. Sakamoto, N. Saitoh, S. Hino and M. Nakao, “The SETD8/PR-Set7 Methyltransferase Functions as a Barrier to Prevent Senescence-Associated Metabolic Remodeling.”, Cell Reports, 2017, 18(9), 2148.
②	L. Garcia-Prat, M. Martinez-Vicente and P. Munoz-Canoves, “Autophagy: a decisive process for stemness”, Oncotarget, 2016, 7(11), 12286.
③	M. Bitar, S. Abdel-Halim and F. Al-Mulla, “Caveolin-1/PTRF upregulation constitutes a mechanism for mediating p53-induced cellular senescence: implications for evidence-based therapy of delayed wound healing in diabetes”, Am J Physiol Endocrinol Metab.”, 2013, 305(8), E951.
④	C. Wiley, M. Velarde, P. Lecot, A. Gerencser, E. Verdin, J. Campisi, et. al., “Mitochondrial Dysfunction Induces Senescence with a Distinct Secretory Phenotype”, Cell Metab., 2016, 23(2), 303.
⑤	E. Liao, Y. Hsu, Q. Chuah, Y. Lee, J. Hu, T. Huang, P-M Yang & S-J Chiu, “Radiation induces senescence and a bystander effect through metabolic alterations.”, Cell Death Dis., 2014, 5, e1255.
⑥	K. Nishimura, T. Kumazawa, T. Kuroda, A. Murayama, J. Yanagisawa and K. Kimura, “Perturbation of Ribosome Biogenesis Drives Cells into Senescence through 5S RNP-Mediated p53 Activation”, Cell Rep. 2015, 10(8), 1310.
⑦	M. J. Son, Y. Kwon, T. Son and Y. S. Cho, “Restoration of Mitochondrial NAD⁺ Levels Delays Stem Cell Senescence and Facilitates Reprogramming of Aged Somatic Cells”, Stem Cells. 2016, 34(12), 2840.